BEATRIZ FERREIRA CARVALHO SELEÇÃO DE CEPAS DE BACTÉRIAS DO ÁCIDO LÁTICO PARA ENSILAGEM DA CANA- DE-AÇÚCAR in natura OU ADITIVADA COM GLICERINA ACRESCIDA DE METANOL E LEVEDURA METILOTRÓFICA LAVRAS - MG 2013 BEATRIZ FERREIRA CARVALHO SELEÇÃO DE CEPAS DE BACTÉRIAS DO ÁCIDO LÁTICO PARA ENSILAGEM DA CANA-DE-AÇÚCAR in natura OU ADITIVADA COM GLICERINA ACRESCIDA DE METANOL E LEVEDURA METILOTRÓFICA Tese apresentada à Universidade Federal de Lavras, como parte das exigências do Programa de Pós- Graduação em Microbiologia Agrícola, área de concentração em Microbiologia Agrícola, para a obtenção do título de Doutor. Orientadora Dra. Rosane Freitas Schwan LAVRAS – MG 2013 Carvalho, Beatriz Ferreira. Seleção de cepas de bactérias do ácido lático para ensilagem da cana-de-açúcar in natura ou aditivada com glicerina acrescida de metanol e levedura metilotrófica / Beatriz Ferreira Carvalho. – Lavras : UFLA, 2013. 203 p. : il. Tese (doutorado) – Universidade Federal de Lavras, 2013. Orientador: Rosane Freitas Schwan. Bibliografia. 1. Leveduras. 2. Inoculantes microbianos em silagem. 3. L. hilgardii. 4. L. plantarum. 5. L. brevis. I. Universidade Federal de Lavras. II. Título. CDD – 636.08552 Ficha Catalográfica Elaborada pela Coordenadoria de Produtos e Serviços da Biblioteca Universitária da UFLA BEATRIZ FERREIRA CARVALHO SELEÇÃO DE CEPAS DE BACTÉRIAS DO ÁCIDO LÁTICO PARA ENSILAGEM DA CANA-DE-AÇÚCAR in natura OU ADITIVADA COM GLICERINA ACRESCIDA DE METANOL E LEVEDURA METILOTRÓFICA Tese apresentada à Universidade Federal de Lavras, como parte das exigências do Programa de Pós- Graduação em Microbiologia Agrícola, área de concentração em Microbiologia Agrícola, para a obtenção do título de Doutor. APROVADA em 03 de julho de 2013. Dr. Marcos Neves Pereira UFLA Dra. Renata Apocalypse Nogueira Pereira EPAMIG Dra. Maria Gabriela da Cruz Pedroso Miguel UFLA Dra. Carla Luiza da Silva Ávila UFLA Dra. Rosane Freitas Schwan Orientadora LAVRAS – MG 2013 À minha filha Maria Fernanda DEDICO AGRADECIMENTOS A Deus, por me conceder sabedoria, força, entendimento e fé em todos os momentos; À CAPES pela concessão de bolsa de estudo. À Universidade Federal de Lavras e ao Departamento de Biologia. Aos meus pais Heber e Sueli, por em nenhum momento ter medido forças para ajudar e me apoiar em tudo que foi necessário. À minha irmã Débora, pelo companheirismo, dedicação e ajuda nos experimentos. À professora Dra. Rosane Freitas Schwan, pela orientação, pelos ensinamentos e apoio para a concretização deste trabalho. Aos professores Dra. Cristina, Dra Carla, Dr. Disney, Dr. Eustáquio, Dr. José Cardoso, Dr. Marcos, Dra Patrícia e Dr. Whasley pelos valiosos ensinamentos, apoio e ajuda. Aos bolsistas de inciação científica, Willian, Milena e Cibelli, pela amizade e pela grande ajuda nos experimentos. À Cidinha pela confiança, suporte de fé, carinho e também por todo apoio nas análises cromatográficas. Aos pós-doutorandos Gabriela, Simone, Karina e Cíntia, pela amizade e ensinamentos. À Rose pela paciência e amizade. Aos colegas e ex-colegas de laboratório Gilberto, Alenir, Fernanda, Suzana, Angélica, Patrícia, Kelly, Vanessa, Mariana Dias, Igor, Karla, Claudia Auler, Claudia Puerari, Ana Luiza, Carol, Mariana Rabelo, Bárbara, Debora, Noelly, Ivani, Paulinho, Pedro, Luciana, Monique, pelos momentos de descontração. Aos meus amigos Fabricio Alves, Olinto Lasmar, Vanessa Carvalho, Camila Meneghtti, Camila Moraes, Raquel Wolp, por estarem sempre presente mesmo distantes, pelos conselhos, pelos valiosos ensinamentos e pelo incetivo. Muito Obrigada! RESUMO GERAL A cana-de-açúcar é uma forrageira com alta produtividade por hectare. Em algumas situações a ensilagem é preferível em relação à colheita diária da forragem. A ensilagem da cana-de-açúcar resulta em altas perdas de matéria seca (MS) com consequente redução na qualidade nutricional da silagem. Os objetivos desse estudo foram selecionar cepas de bactérias do ácido lático e avaliar a adição de glicerina acrescida de metanol junto com uma levedura metilotrófica visando redução das perdas de MS, melhoria da qualidade nutricional e microbiológica e aumento na estabilidade aeróbia da silagem de cana-de-açúcar. O primeiro experimento avaliou cepas selvagens de bactérias do ácido lático (BAL) na melhoria da qualidade nutricional da silagem da cana-de- açúcar. As cepas Lactobacillus hilgardii UFLA SIL51 e 52 se destacaram das demais por reduzir, em média, 29,3% as perdas de MS em relação ao tratamento sem inoculante. Além de reduzir a população de leveduras e a concentração de etanol na silagem, as silagens tratadas com essas cepas apresentaram maior concentração de ácido acético e 1,2 propanodiol. A inoculação com cepas de L. plantarum reduziu a qualidade da silagem. O segundo experimento avaliou cepas selvagens de BAL em relação à melhoria da estabilidade aeróbia de silagem de cana-de-açúcar, as espécies de leveduras presentes na silagem após a exposição aeróbia foram identificadas. A inoculação com as cepas de BAL modificou a diversidade de espécies de leveduras após abertura dos silos. As leveduras Candida diversa, C. ethanolica, Hanseniaspora opuntiae, Issatchenkia orientalis, Pichia fermentans, P. kudriavzevii, P. manshurica Schizosaccharomyces pombe, Debaryomyces etchellsii, Zygosaccharomyces bailii foram identificadas nas silagens. O tratamento com as cepas L. hilgardii UFLA SIL51 e 52 resultaram em silagens com temperaturas mais baixas e que permaneceram mais tempo sem aquecimento. O terceiro experimento avaliou níveis de inclusão de glicerina acrescida de metanol e do L. hilgardii UFLA SIL52 na redução de perdas e aumento na qualidade da silagem de cana-de- açúcar, e o efeito da P. methanolica NCYC 1381, na redução da concentração de metanol presente na glicerina durante a ensilagem. A utilização de 4% (matéria fresca) de glicerina juntamente com L. hilgardii UFLA SIL52 melhorou a qualidade da silagem pela redução na concentração de fibra e etanol, redução na perda de MS, aumento na concentração final de glicerol e consequente aumento na densidade energética da silagem. Esses aditivos também aumentaram a estabilidade aeróbia. Nas condições do experimento a P. methanolica NCYC1381 não reduziu a concentração de metanol na silagem. Palavras-chave: L. hilgardii. L. plantarum. L. brevis. Leveduras. Inoculantes microbianos em silagem. Glicerina. GENERAL ABSTRACT Sugar cane is a forage plant with high productivity per hectare. In some situations, the ensilage is preferred compared to the daily forage harvest. Sugar cane ensilage results in high dry matter (DM) losses with a consequent reduction in the nutritional quality of the silage. The objectives of this study were to select strains of lactic acid bacteria and to evaluate the addition of glycerin plus methanol along with a methylotrophic yeast aiming at reducing DM losses, improving nutritional and microbiological quality and increasing aerobic stability of sugar cane silage. The first experiment evaluated wild strains of lactic acid bacteria (LAB) in improving the nutritional quality of cane sugar silage. The Lactobacillus hilgardii UFLA SIL51 and 52 strains stood out from the others for reducing, in average, 29.3% of the DM losses compared to the treatment without the inoculant, in addition to reducing yeast population and the ethanol concentration in the silage. Silages treated with these strains presented the highest concentration of acetic acid and 1,2 propanediol. The inoculation with L. plantarum strains reduced silage quality. The second experiment evaluated wild strains of LAB regarding the improvement of the aerobic stability of sugar cane silage, identifying the yeast species present in the silage after aerobic exposure. Inoculation with LAB strains changed the diversity of yeasts species after silo opening. The yeasts Candida diversa, C. ethanolica, Hanseniaspora opuntiae, Issatchenkia orientalis, Pichia fermentans, P. kudriavzevii, P. manshurica Schizosaccharomyces pombe, Debaryomyces etchellsii, Zygosaccharomyces bailii were identified in the silages. The treatment with the L. hilgardii UFLA SIL51 and 52 strains resulted in silages with lower temperatures and which remained unheated for a longer period. The third experiment evaluated inclusion levels of glycerin plus methanol and of L. hilgardii UFLA SIL52 in the reduction of losses and in the quality increase of sugar cane silage, and the effect of P. methanolica NCYC 1381 in reducing the methanol concentration present in the glycerin during ensilage. The use of 4% (fresh weight) of glycerin along with L. hilgardii UFLA SIL52 improved silage quality by reducing fiber and ethanol concentration and DM loss, increasing the final glycerol concentration, resulting in an increase in the energy density of the silage. These additives also increased aerobic stability. Under the conditions of the experiment, the P. methanolica NCYC1381 did not reduce the methanol concentration in the silage. Keywords: L. hilgardii. L. plantarum. L. brevis. Yeasts. Silage microbial inoculums. Glycerin. SUMÁRIO PRIMEIRA PARTE ...................................................................... 10 1 INTRODUÇÃO ............................................................................. 10 2 REFERENCIAL TEÓRICO ......................................................... 14 2.1 Produção de silagem de cana-de-açúcar....................................... 14 2.2 Produção de biodiesel.................................................................... 15 2.3 Aditivos utilizados para melhoria do processo fermentativo de silagens...................................................................................... 16 2.3.1 Aditivos microbianos..................................................................... 17 2.3.1.1 Seleção de microrganismos para inoculação em silagem.............. 20 2.3.1.2 Utilização e seleção de inoculantes microbianos em silagem de cana-de-açúcar.............................................................................. 22 2.3.2 Outras classe de aditivos................................................................ 23 2.3.2.1 Glicerina......................................................................................... 26 2.4 Glicerina na alimentação animal................................................... 27 2.5 Metabolismo de glicerol por microrganismos............................... 29 2.5.1 Bactérias......................................................................................... 32 2.5.2 Leveduras....................................................................................... 33 2.6 Metabolismo de metanol por leveduras......................................... 34 REFERÊNCIAS............................................................................. 36 SEGUNDA PARTE – ARTIGOS.................................................. 51 ARTIGO 1 Microbiological and chemical profile of sugar cane silage fermentation inoculated with wild strains of lactic acid bacteria................................................................................... 51 ARTIGO 2 Yeasts associated with the aerobic deterioration of sugar cane silage inoculated with new tropical strains of lactic acid bacteri........................................................................... 100 ARTIGO 3 Methylotrophic yeast, lactic acid bacteria and crude glycerin as additives for sugar cane silage.......................... 153 10 PRIMEIRA PARTE 1 INTRODUÇÃO A utilização da cana-de-açúcar (Saccharum spp.) como forrageira para alimentação de ruminantes alia o conhecimento gerado pela indústria álcool- açucareira na seleção e cultivo desta planta à produção animal. A cana é muito eficiente em sua capacidade de converter luz solar em energia para produção animal por unidade de área, o que reduz seu custo de produção por unidade de matéria seca (MS). A ensilagem da cana permite a colheita de grandes áreas em curto período, diminuindo o tempo de uso de mão-de-obra e maquinário para colheita, o que pode facilitar o manejo na fazenda e possibilitar o uso dessa forrageira durante todo ano. No entanto, a ensilagem da cana-de-açúcar resulta em altas perdas de MS em razão da fermentação alcoólica da sacarose por leveduras. A utilização de aditivos vem sendo empregada com objetivo de melhorar características fermentativas das silagens. A inoculação com cepas de bactérias selecionadas pode modificar o padrão de fermentação no silo resultando em silagens de melhor qualidade nutricional e microbiológica. A utilização do glicerol resultante da produção de biodiesel pode compensar, de forma econômica, essa perda energética durante o processo de ensilagem dessa forrageira. Desde a década de 80 inoculantes microbianos são utilizados como culturas iniciadoras em silagens. Os resultados da adição de inoculantes microbianos em silagens são, em geral, positivos, embora na literatura sejam encontrados trabalhos onde a adição de inoculantes não tenha efeito, ou seja, prejudicial à fermentação da silagem. Os efeitos da inoculação com espécies bacterianas são atribuídos ao maior crescimento e à produção de metabólitos 11 pela espécie inoculada. De acordo com Ávila et al. (2011) e Muck (2008) entre os fatores que determinam o sucesso da aplicação de microrganismos nas silagens, a compatibilidade entre o microrganismo e a planta forrageira é de suma importância. Assim microrganismos isolados do ambiente onde eles serão utilizados como culturas iniciadoras, no caso, da própria silagem, têm maior chance de apresentar resultados favoráveis quando utilizados como inoculante. Nesse cenário a seleção de cepas bacterianas isoladas da própria silagem tem grande potencial biotecnológico para o desenvolvimento de novos produtos. Apesar desse potencial, a seleção de cepas para ensilagem, utilizando critérios bem definidos, é pouco realizada. O aumento da produção e da demanda por combustíveis alternativos aos combustíveis fósseis tem impactado não somente a produção agrícola, mas também a produção animal. No Brasil, maior produtor de bicombustíveis do mundo, com uma produção de 200 milhões de litros em fevereiro de 2013 (AGÊNCIA NACIONAL DO PETRÓLEO, GÁS NATURAL E BIOCOMBUSTÍVEIS - ANP, 2013), a grande produção de resíduos decorrente deste processo é um dos principais problemas da produção de biodiesel. Alguns desses resíduos, no entanto, têm grande potencial para serem utilizados na alimentação animal. O glicerol é um subproduto da transesterificação de um óleo e um dos produtos secundários obtidos durante a produção de biodiesel. Pelas técnicas para produção de biodiesel, atualmente utilizadas, cada 100 kg de biodiesel produzido gera aproximadamente 10 kg do subproduto glicerina bruta, contendo quantidades variáveis de glicerol e álcool, normalmente metanol (SANTIBÁNEZ; VARNERO; BUSTAMANTE, 2011). O glicerol residual da produção de biodiesel, denominado glicerina bruta, é contaminado por resíduos dos produtos utilizados na sua extração. Dentre esses produtos, o metanol é o 12 contaminante mais indesejável devido a sua toxidez para animais (NIE et al., 2007). A resposta em consumo e desempenho de ruminantes ao uso de glicerol purificado como um suplemento energético (BODARSKI et al., 2005; DEFRAIN et al., 2004; FISHER et al., 1973), ou como um substituto do milho (CARVALHO et al., 2011; DONKIN et al., 2009; PARSONS; SHELOR; DROUILLARD, 2009; SHIN et al., 2012) tem sido relatados. Entretanto, pouco é conhecido sobre o efeito da glicerina acrescida de metanol sobre o padrão de fermentação, a microbiota e as perdas fermentativas durante a ensilagem da cana-de-açúcar. Redução na concentração de FDN e aumento na concentração de MS e na estabilidade aeróbia foram observados em silagem de cana-de- açúcar e milho tratada com glicerina (DIAS JÚNIOR et al., 2010; GOMES, 2013; KREMPSER et al., 2011; OLIVEIRA et al., 2011). Em silagem da cana- de-açúcar aditivada com glicerina contendo metanol, a adição de leveduras metilotróficas, que são capazes de utilizar metanol como fonte de energia, poderia reduzir, de forma econômica, a concentração de metanol, enquanto o valor energético da glicerina compensaria as perdas energéticas que ocorrem durante a fermentação da cana-de-açúcar. Pichia methanolica é uma levedura capaz de metabolizar metanol (HARTNER; GLIEDER, 2006). Diante da opção de utilizar glicerina na dieta de animais ruminantes, a adição desse aditivo na silagem facilita o manejo alimentar, uma vez que a aplicação da glicerina na silagem evita a necessidade de armazenamento desse aditivo na fazenda, evita a necessidade de incluir um aditivo liquido na dieta e possibilita a compra de lotes homogêneos de glicerina. A observação de resultados promissores da utilização de glicerina pura na ensilagem da cana-de- açúcar sugere que avaliações com glicerina acrescida de metanol devem ser conduzidas. Os efeitos desse aditivo sobre a microbiota da ensilagem devem ser 13 bem elucidados, bem como a presença do metanol ao longo desse processo fermentativo. O primeiro objetivo desse estudo foi selecionar cepas selvagens de bactérias do ácido lático em relação à redução nas perdas de MS, à melhoria na qualidade nutricional e ao aumento da estabilidade aeróbia, para serem utilizadas como inoculantes em silagem de cana-de-açúcar. Em uma segunda avaliação, foi utilizada a melhor cepa selecionada nos dois experimentos iniciais juntamente com a adição de diferentes doses de glicerina acrescida de metanol, uma levedura metilotrófica foi inoculada para reduzir a concentração de metanol durante a ensilagem da cana-de-açúcar. 14 2 REFERENCIAL TEÓRICO 2.1 Produção de silagem de cana-de-açúcar A ensilagem da cana-de-açúcar resulta em vantagens operacionais relativamente ao corte diário. A cana-de-açúcar pode ser considerada uma forrageira adequada para ensilagem, por possuir conteúdo relativamente alto de MS, baixa capacidade de tamponamento e teores adequados de carboidratos solúveis (CHOs) (ZOPOLLATTO; DANIEL; NUSSIO, 2009). Entretanto, uma diferença importante entre a cana-de-açúcar e outras forrageiras tradicionalmente utilizadas para ensilagem, como o milho e o sorgo, é a natureza química dos seus CHOs. A cana-de-açúcar apresenta alto teor de carboidratos não fibrosos (CNF) na forma de sacarose, um dissacarídeo constituído por glicose e frutose. Este tipo de carboidrato parece favorecer o desenvolvimento de leveduras durante a ensilagem (WOOLFORD, 1984). Leveduras convertem a sacarose em etanol, CO2 e água, um exemplo típico de fermentação alcoólica, que aumenta a perda de MS e de energia na silagem (KUNG JUNIOR; STANLEY, 1982). No Brasil, muitas pesquisas vêm sendo direcionadas na busca pela melhoria da qualidade e redução nas perdas de MS em silagem de cana-de- açúcar (ÁVILA et al., 2009; BORGATTI et al., 2012; CARVALHO et al., 2012; NOVINSKI et al., 2012). A perda de MS durante a fermentação de silagens representa o consumo de compostos fermentescíveis presentes na forragem por microrganismos. A perda de MS também pode ocorrer por lixiviação de efluentes, que ocorre principalmente quando a forrageira é colhida com baixa concentração de MS. Esse tipo de lixiviação é comumente visualizado durante a ensilagem de cana-de-açúcar. As perdas de MS da silagem de cana variam de 8,1 a 35,3% (ZOPOLLATTO; DANIEL; NUSSIO, 2009) enquanto as perdas de 15 MS em silagem de milho situam-se entre 5 e 14% (ARRIOLA; KIM; ADESOGAN, 2011). Esse tipo de perda durante a ensilagem representa perda de componentes nutricionais e consequentemente, perda econômica para o produtor. 2.2 Produção de biodiesel A pesquisa na busca de fontes alternativas de energia derivadas de matérias primas renováveis é impulsionada por fatores econômicos, políticos, sociais e ambientais relacionados à crescente preocupação mundial com uso de combustíveis fósseis. Nesse cenário, umas das alternativas promissoras para substituir o óleo diesel derivado do petróleo é o biodiesel, um combustível produzido por fontes renováveis de energia. O biodiesel pode ser produzido a partir de gordura animal ou óleo vegetal presente em várias espécies vegetais brasileiras como mamona, dendê, girassol, babaçu, palma, algodão, coco, pinhão manso, amendoim, soja e milho. Assim, o Brasil se destaca com grande potencial para a produção de biocombustíveis. Em 2011, a produção brasileira de biodiesel foi de 2,7 bilhões de litros e como co-produto foi gerado 273 milhões de litros de glicerina (ANP, 2013). A produção de biodiesel pode ser feita por diferentes processos, sendo a transesterificação alcoólica via catalítica a mais empregada (KRAUSE, 2008). A transesterificação consiste na reação química do óleo ou gordura com um mono- álcool de cadeia curta (metanol ou etanol), na presença de um catalisador (ácido ou básico), levando a formação de mono-ésteres (biodiesel) e glicerina (glicerol bruto) (MA; HANNA, 1999). Cada 100 kg de biodiesel produzido gera aproximadamente 10 kg do subproduto glicerina bruta, contendo quantidades variáveis de glicerol e álcool, normalmente metanol (SANTIBÁNEZ; VARNERO; BUSTAMANTE, 2011). 16 O crescimento na produção de biodiesel com consequente aumento na produção de glicerina bruta aumenta a disponibilidade desse co-produto, reduzindo seu valor no mercado. O excedente de glicerina não purificada representa um problema para indústria podendo causar sérios prejuízos caso seja liberado no meio ambiente. A glicerina bruta traz outros problemas como resíduos e impurezas e um processo de purificação é oneroso. Deste modo, a glicerina bruta não pode ser utilizada por indústrias que requerem um composto mais puro como, por exemplo, a alimentícia, a farmacêutica e a de cosméticos. Portanto novas formas de utilização da glicerina devem ser estudadas. Por ser fonte de energia, um possível destino para a glicerina bruta resultante da indústria do biodiesel é seu uso na composição de dietas animais e sua adição em silagens. 2.3 Aditivos utilizados para melhoria do processo fermentativo de silagens Os aditivos para silagem têm sido desenvolvidos para atuar sobre o processo fermentativo, visando melhorar o valor nutritivo, reduzir a produção de etanol e as perdas de MS, controlar o crescimento de microrganismos indesejáveis e favorecer o crescimento de microrganismos dos gêneros Lactobacillus, Enterococcus, Pediococcus e Propionibacterium, além de aumentar a estabilidade aeróbia da silagem de cana-de-açúcar (ÁVILA et al., 2009; CARVALHO et al., 2012; FREITAS et al., 2006). Os aditivos de silagens podem ser classificados em cinco principais categorias: estimulantes de fermentação, inibidores de fermentação, inibidores de deterioração aeróbica, nutrientes e absorventes (MCDONALD; HENDERSON; HERON, 1991). Os aditivos devem ser seguros quanto ao seu manuseio, minimizar a ocorrência de patógenos e serem economicamente viáveis (HENDERSON, 1993). 17 A utilização de aditivos em uma fermentação não controlada como a de silagens implica em resultados de difícil previsão, uma vez que a fermentação é conduzida por uma microbiota extremamente variável. De acordo com Ávila et al. (2011), a qualidade da fermentação é influenciada pelo tipo e pela quantidade de ácidos formados, que depende das condições em que a silagem foi produzida e especialmente da população de microrganismos presentes. Por isso o tipo de aditivo mais utilizado em silagens são os aditivos microbianos (MCDONALD; HENDERSON; HERON, 1991; MUCK, 2013). A utilização de aditivos microbianos visa favorecer o crescimento de cepas específicas que são inoculadas nas silagens, fazendo com que a fermentação seja dominada por tal microrganismo inoculado. Se a cepa inoculada for criteriosamente selecionada para a forrageira em que está sendo inoculada, a inoculação provavelmente implicará em respostas positivas. Em razão das características fermentativas da silagem de cana-de-açúcar, a utilização de aditivos é fundamental para redução das perdas de MS e melhoria da qualidade fermentativa. 2.3.1 Aditivos microbianos Os aditivos microbianos são classificados como estimulantes da fermentação ou inibidores da deterioração aeróbia e são empregados por meio da adição de culturas bacterianas, são os aditivos mais utilizados e estudados (MCDONALD; HENDERSON; HERON, 1991; MUCK, 2013). Os produtos comercializados, atualmente, incluem bactérias láticas homofermentativas, heterofermentativas, Propionibacterium ou a sua associação. Os efeitos da inoculação com espécies de bactéria do ácido lático (BAL) são atribuídos ao aumento da população desses microrganismos na silagem, a alta produção de ácidos, a aceleração do estabelecimento da anaerobiose, ao aumento na 18 concentração dos ácidos acético e propiônico que inibem fungos filamentosos e leveduras e a produção de bacteriocinas (DUNIÈRE et al., 2013). Com o objetivo de promover a acidificação mais rápida da silagem são referidas as espécies Enterococcus faecium, Lactobacillus casei, Lactobacillus plantarum, Lactobacillus buchneri, Pediococcus pentosaceus, Enterococcus hirae, Propionibacterium freudenreichiic (ADESOGAN et al., 2003; ARRIOLA; KIM; ADESOGAN, 2011; ÁVILA et al., 2009; CAI, 1999; CARVALHO et al., 2012; KUNG JUNIOR; RANJIT, 2001). Com objetivo de aumentar a estabilidade aeróbia, já foram utilizadas as espécies Pediococcus cerevisiae, Propionibacterium acidipropionici, Pediococcus pentosaceus, Lactobacillus buchneri (FILYA; SUCU, 2007; FILYA; SUCU; KARABULUT, 2004; HIGGINBOTHAM et al., 1998; REICH; KUNG JUNIOR, 2010; SCHMIDT; KUNG JUNIOR, 2010). Para reduzir o crescimento ou a atividade metabólica de microrganismos indesejáveis existem trabalhos com as espécies Enterococcus faecium, Pediococcus pentosaceus, Lactobacillus plantarum, Lactobacillus casei (MARCINAKOVA et al., 2008; STEIDLOVÁ; KALAC, 2004). Entre os fatores que determinam o sucesso da aplicação de microrganismos nas silagens, citam-se a compatibilidade entre a planta forrageira e o microrganismo (ÁVILA et al., 2011; MUCK, 2008), a habilidade de crescimento da bactéria na massa de forragem e a inoculação de uma população suficiente em relação à epífita da forragem (ÁVILA et al., 2011; ZOPOLLATTO; DANIEL; NUSSIO, 2009). Em relação à inoculação de silagens com BAL, o uso de cepas heterofermentativas está associado à maior estabilidade aeróbia das silagens, enquanto o uso de cepas homofermentativas é relacionado a uma maior produção de ácido lático e menores valores de pH (MCDONALD; HENDERSON; HERON, 1991). 19 Leveduras são microrganismos indesejáveis durante a fermentação da silagem, uma vez que perdas fermentativas são atribuídas a esse grupo de microrganismo (CARVALHO et al., 2012; ZOPOLLATTO; DANIEL; NUSSIO, 2009). A falta de conhecimento relacionado às espécies e ao metabolismo das leveduras envolvidas no processo de ensilagem de diferentes forrageiras, principalmente forrageiras tropicais, muitas vezes resulta no insucesso da tentativa de se reduzir a população desse grupo de microrganismo. Em determinadas condições, leveduras podem ser utilizadas como inoculantes em silagens com objetivos específicos. Kitamoto et al. (1999), Kitamoto, Ohmomo e Nakahara (1993) e Lowes et al. (2000) estudaram a adição de leveduras ou produtos de seu metabolismo para melhorar características de silagens. A levedura Williopsis mrakii produz uma substancia tóxica (HMK) a outras leveduras. Lowes et al. (2000) utilizaram o gene dessa levedura para promover uma expressão heteróloga dessa toxina em Aspergillus niger. O Aspergillus niger foi cultivado e a toxina liberada em sua forma ativa no meio de cultivo. A ação dessa toxina no aumento da estabilidade aeróbia de silagem de milho foi avaliada. Após 72 h de exposição ao ar, observou-se menor valor de pH, maior valor de MS, menor população de leveduras e bactérias do ácido acético, quando comparada com a silagem controle. Kitamoto et al. (1999) avaliaram a estabilidade aeróbia de silagem de milho inoculada com cepa de Kluyveromyces lactis PCK27 geneticamente modificada, a qual ficou incapacitada de utilizar o ácido lático. Em estudos laboratoriais a K. lactis PCK27 inibiu o crescimento de Pichia anômala, os autores atribuem tal fato não somente ao efeito competitivo mas também a uma proteína letal produzida. Nesse mesmo experimento, os autores obtiveram resultados divergentes da inoculação da levedura K. lactis PCK27, em experimentos com silos laboratoriais. Tal fato é atribuído a ampla diversidade de microrganismos 20 associados à deterioração aeróbia. Os autores sugerem a necessidade de novas avaliações. Em silagem de cana-de-açúcar aditivada com glicerina bruta contendo metanol, a adição de leveduras metilotróficas, ou seja, com capacidade para utilizar metanol como fonte de energia, poderia reduzir o nível de contaminação com o metanol ao mesmo tempo em que o valor energético da glicerina compensaria a perda energética durante a fermentação da cana-de-açúcar. Nesse caso, a espécie Pichia methanolica NCYC1381 seria aplicada como potencial utilizadora do metanol (HARTNER; GLIEDER, 2006), que é um contaminante indesejável na glicerina bruta. Essa levedura é incapaz de utilizar a sacarose e o ácido lático como fonte energética. 2.3.1.1 Seleção de microrganismos para inoculação em silagem A seleção de microrganismos para serem utilizados como culturas iniciadoras em diversos alimentos e bebidas como cerveja, vinho, queijo, iogurte, vinagre etc., é realizada com eficiência em longa data (BOKE; ASLIM; ALP, 2010; CAMPOS et al., 2010; STEGER; LAMBRECHTS, 2000). Para o processo de ensilagem a seleção de culturas iniciadoras não é tão comum, ainda que a pesquisa por cepas especializadas tenha aumentado nos últimos anos (ÁVILA et al., 2009; CHEN et al., 2012; DOGI et al., 2013; LIU et al., 2012; SAARISSALO et al., 2007). Embora a maioria dos resultados da inoculação de silagens com cepas microbianas sejam favoráveis, existem dados que mostram que a inoculação de determinadas cepas pioram ou não tem efeito sobre a qualidade da silagem quando comparada com a silagem sem inoculação (KLEINSCHMIT; KUNG JUNIOR, 2006; ZOPOLLATTO; DANIEL; NUSSIO, 2009). Ávila et al. (2011) ressaltam que o efeito positivo de inoculantes durante a fermentação da silagem 21 depende de vários fatores relacionados com a planta forrageira e com as condições de ensilagem. E ainda que, durante a seleção de cepas destinadas à ensilagem deve ser considerado: a origem do microrganismo, caracterização fisiológica e identificação, definição das características avaliadas na pré-seleção, avaliação do microrganismo em pequena e grande escala e por fim a avaliação do microrganismo em diferentes culturas. Sendo que um dos fatores que determinam o sucesso da inoculação é a compatibilidade entre planta e microrganismo (KLEINSCHMIT; KUNG JUNIOR, 2006; MUCK, 2008). É importante ressaltar que no processo de seleção de cepas não devemos dirigir o foco da pesquisa para uma determinada espécie, uma vez que novas espécies podem apresentar resultados positivos como inoculantes em silagens. Embora microrganismos da mesma espécie apresentem características similares, diferenças entre cepas da mesma espécie são observadas (ÁVILA et al., 2010; SAARISSALO et al., 2007). Esses fatos justificam a seleção de microrganismos para cada forrageira em particular. Devendo-se considerar, no processo de seleção, as características e os problemas fermentativos de cada forragem. Entre as características ideais requeridas em um inoculante microbiano para o processo de ensilagem, deve-se observar sua capacidade de promover uma fermentação adequada, com rápida e eficiente queda no pH, capacidade de competir com a microbiota epifítica da forrageira, ter rápido crescimento em condições de baixo pH e baixa difusão de oxigênio, não ser patogênica, não ser resistente à antibióticos, possuir a capacidade de sobreviver durante todo o processo fermentativo, melhorando a estabilidade aeróbia, inibir o crescimento de microrganismos patogênicos e deterioradores da silagem (ÁVILA et al., 2011; DOGI et al., 2013; MCDONALD; HENDERSON; HERON, 1991; SAARISSALO et al., 2007). 22 2.3.1.2 Utilização e seleção de inoculantes microbianos em silagem de cana- de-açúcar Como referido anteriormente, a principal dificuldade na ensilagem da cana-de-açúcar são as altas perdas de MS que ocorrem durante a fermentação dessa forrageira. Assim diversos estudos relacionados à ensilagem da cana-de- açúcar são focados em melhorar características fermentativas. O inoculante microbiano mais utilizado em silagem de cana-de-açúcar no Brasil é composto por cepas heterofermentativas obrigatórias da espécie L. buchneri (ZOPOLLATTO; DANIEL; NUSSIO, 2009). A menor utilização de cepas heterofermentativas facultativas ou homofermentativas em silagem de cana-de-açúcar é resultado de um menor número de respostas favoráveis quando esse grupo de microrganismo é empregado (ÁVILA et al., 2010; VALERIANO et al., 2009; ZOPOLLATTO; DANIEL; NUSSIO, 2009). Os diferentes compostos produzidos por bactérias heterofermentativas obrigatórias podem explicar essas diferenças nos resultados. Entre os trabalhos revisados, o aumento na concentração de ácido acético é a principal diferença em relação à silagem controle, quando cepas heterofermentativas obrigatórias são utilizadas (ÁVILA et al., 2009, 2010; PEDROSO et al., 2011). O ácido acético é considerado um fungicida (DANNER, 2003; MOON, 1983) provavelmente causa uma redução na população de leveduras na silagem. As leveduras são o principal grupo de microrganismos associados à perda de MS em silagem de cana-de-açúcar (KUNG JUNIOR; STANLEY, 1982). Outros metabólitos produzidos por esses microrganismos inoculados também influenciam a fermentação. Entretanto, não foram encontrados trabalhos que avaliam outros metabolitos além dos ácidos lático, acético, propiônico e butírico e etanol em silagem de cana-de-açúcar. Diante dos melhores resultados apresentados pela inoculação com cepas heterofementativas, Ávila et al. (2009) isolaram cepas das espécies L. buchneri, L. brevis e L. plantarum da própria silagem de cana-de-açúcar. A cepa L. 23 buchneri SIL 72 foi avaliada juntamente com uma cepa comercial da mesma espécie. A inoculação com a cepa selvagem e com a cepa comercial resultou em silagens de melhor qualidade. A silagem tratada com a cepa selvagem resultou em uma concentração, significativamente maior, de ácido propiônico, um resultado positivo e pouco comum para as condições de ensilagem. Outros trabalhos foram conduzidos avaliando as cepas selvagens isoladas por esses autores (ÁVILA et al., 2010, 2012; CARVALHO et al., 2012; VALERIANO et al., 2009), sendo os melhores resultados observados, com a inoculação da silagem de cana-de-açúcar, com cepas heterofermentativas. Nas avaliações onde a cepa selvagem SIL 72 foi comparada com cepas comerciais os resultados promovidos pela cepa selvagem foram iguais ou melhores que os das cepas comerciais, evidenciando a necessidade de pesquisas em busca de novas e melhores cepas destinadas à ensilagem da cana-de-açúcar. 2.3.2 Outras classe de aditivos Além dos aditivos microbianos diversos outros tipos de aditivos têm sido empregados na ensilagem com diferentes objetivos. Como aditivos inibidores da fermentação e inibidores da deterioração aeróbia são citados os ácidos orgânicos e a amônia. Os ácidos orgânicos são utilizados tanto como antimicrobianos quanto como acidificadores. Em estudos realizados por Moon (1983), foi verificado que os ácidos acéticos e propiônicos são melhores inibidores do crescimento das leveduras que o ácido lático e que as misturas de ácidos láticos, propiônico ou acético desempenham um efeito inibitório sinergístico. O uso de ácidos não tamponados é quase inexistente em virtude do alto custo, dos danos causados ao maquinário e do risco de acidentes durante o manuseio. A avaliação de ácido propiônico foi conduzida de forma experimental com objetivo de reduzir a população de leveduras em silagem de cana-de-açúcar. 24 Esse ácido foi eficiente em reduzir a população de leveduras e de clostrídios nas silagens de cana-de-açúcar (CARVALHO et al., 2012). A amônia foi aplicada em silagem de grão úmido de milho (DIAZ et al., 2013), e a uréia aplicada em silagem de trigo (BAL; BAL, 2012) e em silagem de cana-de-açúcar (BORGATTI et al., 2012) com o objetivo de reduzir leveduras e fungos filamentosos e controlar perdas fermentativas. A amônia tetraformato (amônia + ácido fórmico) foi recentemente utilizada como agente acidificador. O benzoato de sódio, propionato de sódio, nitrito de sódio e hexametilenotetramina (hexamina) foram aplicados como agentes antimicrobianos (CONAGHAN; O’KIELY; O’MARA, 2012). O cloreto de sódio também tem sido aplicado em silagens para controlar crescimento microbiano, principalmente na superfície de silos trincheira (BAL; BAL, 2012; NERES et al., 2013). Aditivos alcalinos são utilizados para melhorar os coeficientes de digestibilidade de forrageiras, palhas e resíduos agrícolas (BAL; BAL, 2012; BORGATTI et al., 2012; CARVALHO et al., 2012). A justificativa para a utilização de bases está no fato da lignina de gramíneas ser susceptível à hidrólise provocada por álcalis em ligações covalentes do tipo éster entre a lignina e a parede celular (SOEST, 1994). Entre os aditivos alcalinos utilizados em silagens no último ano, podem ser citados: hidróxido de sódio, calcário, cal, cal hidratada, bicarbonato de sódio (BAL; BAL, 2012; BORGATTI et al., 2012, CARVALHO et al., 2012). Existem ainda as enzimas, geralmente extraídas de microrganismos, usadas com a finalidade de aumentar a disponibilidade de CHOs e aumentar a digestibilidade da fibra (KUNG JUNIOR; STOKES; LIN, 2003). A aplicação de enzimas fibrolíticas solubiliza os carboidratos presentes na parede celular, fornecendo substratos para fermentação (DEHGHANI et al., 2012). Tal fato é principalmente vantajoso em forrageiras que contém baixa concentração de CHOs e alta concentração de proteína, com alto poder tampão. As principais 25 enzimas utilizadas como aditivos em silagens, no último ano, foram: xilanase, glucanase, β-glucanase, β-glucosidase, pectinase, celulase, hemicelulase e amilase, sendo estas aplicadas isoladamente ou em conjunto (DEHGHANI et al., 2012; FUGITA et al., 2012). Os resultados do uso de enzimas são dependentes da(s) enzima(s) aplicada e da forrageira. Em geral aumento na produção de ácidos, redução do pH e da concentração de nitrogênio amoniacal são observados (DEHGHANI et al., 2012). Os aditivos classificados como nutrientes são adicionados a foragem no momento da ensilagem. Entre eles, podem ser citadas a amônia anidra, ureia, melaço, grãos de destilaria, milho moído, polpa cítrica, minerais e misturas entre eles. Esses aditivos são utilizados com a finalidade de suprir nutrientes para os microrganismos durante a fermentação ou suprir os animais que serão alimentados com essa silagem. Assim, aditivos nutrientes são mais utilizados em silagens de forrageiras que apresentam problemas de fermentação por ter conteúdo baixo de carboidratos, como é o caso de silagens de capins tropicais. Aditivos nutrientes também são utilizados em silagens nas quais ocorrem muitas perdas durante a fermentação, como a silagem da cana-de-açúcar, e em silagens de forrageiras com alto poder tampão, como de leguminosas (MCDONALD; HENDERSON; HERON, 1991). Entre os trabalhos revisados, os aditivos nutrientes que foram recentemente utilizados em silagens são: melaço e farinha de mandioca em silagem de capim Napier (Pennisetum purpureum) (BUREENOK et al., 2012). Os grãos de destilaria foram utilizados em silagem de festuca (Festuca arundinacea) e em silagem de palha de cevada (Hordeum vulgare) (YUAN et al., 2012). A sacarose foi utilizada em silagens de gramíneas e leguminosas tropicais (HEINRITZ et al., 2012) e em silagem de trigo (BAL; BAL, 2012). A casca de soja e grãos de milho foram adicionados em silagem de Tifton 85 (Cynodon spp) (NERES et al., 2013). 26 Como aditivo em silagem, a glicerina seria classificada como aditivo nutriente. A atuação sobre o substrato disponível para crescimento microbiano pode alterar o perfil fermentativo da silagem, reduzindo a perda de MS durante o armazenamento e aumentando o conteúdo de energia da forragem. A utilização de glicerina bruta como aditivo em silagem seria feita com o intuito de modificar a fermentação, promover o metabolismo de contaminantes dessa glicerina e utilizar o glicerol residual do processo de ensilagem como fonte de energia para animais ruminantes. 2.3.2.1 Glicerina Glicerina é o nome comercial de um líquido viscoso, incolor, inodoro, higroscópico e com sabor adocicado, quimicamente definido como glicerol ou propano-1,2,3-triol, de fórmula C3H5(OH)3. O termo é muito utilizado na literatura como sinônimo de glicerol, apesar da glicerina ser composta por proporções variáveis de glicerol e outros compostos. O termo glicerol aplica-se somente ao composto puro, enquanto o termo glicerina aplica-se à purificação de compostos comerciais (MORRISON, 1994). O glicerol é considerado um ingrediente seguro para alimentação animal (FOOD AND DRUG ADMINISTRATION - FDA, 2006). O valor energético da glicerina bruta é proporcional à concentração de glicerol e dita seu valor comercial (LAMMERS et al., 1991). A concentração de glicerol na glicerina bruta, originária do processo de produção de biodiesel, é variável e o nível de contaminantes dessa glicerina bruta deve ser considerado. A purificação pode resultar em produtos com até 99% de glicerol, no entanto o processo de purificação é oneroso e pode tornar inviável o uso desse subproduto na alimentação animal. A reação de transesterificação é reversível, o álcool é adicionado em excesso para deslocar a reação no sentido dos produtos. Os alcoóis utilizados 27 podem ser metanol, etanol, propanol ou butanol. O metanol é o principal álcool utilizado devido à redução no tempo de reação, e por sua recuperação ser mais simples e acessível economicamente que os outros alcoóis (COOPER; WEBER, 2012). O teor de metanol é particularmente importante e variável, dependendo da indústria produtora e da matéria prima empregada na produção de biodiesel (THOMPSON; HE, 2006). Variações de 0,006 a 14,98% de metanol na glicerina produzida nos EUA foram revisadas por Shurson et al. (2012). No Brasil, concentrações de 0.27 a 2,23% foram observadas em amostras de diferentes indústrias por Silva et al. (2011), Teixeira (2013) e Zacaroni (2010). Alguns países têm estabelecido um nível máximo permitido de metanol na glicerina destinada à alimentação animal: 0, 015% nos EUA e Brasil; 0,01% no Canadá; 0,2% na Alemanha e 0,5% na União Européia (HANSEN et al., 2009). As manifestações clínicas da intoxicação por metanol incluem distúrbios visuais, depressão do sistema nervoso central, com disfunção respiratória e acidose metabólica (NIE et al., 2007). 2.4 Glicerina na alimentação animal O glicerol tem sido utilizado para tratamento de Cetose em bovinos desde a década de 50 (JOHNSON, 1954). Entretanto, os dados sobre inclusões de glicerol puro ou glicerina bruta em dietas de bovinos são inconsistentes. Observam-se variações de acordo com a dieta, com a fase produtiva do animal e com a qualidade da glicerina utilizada. Em uma avaliação de doses de glicerol adicionado à dieta para vacas em lactação, Donkin et al. (2009) constataram que níveis de até 15% (% da MS da dieta) de glicerina purificada (99,5) foram adequados. Aumento em produção de leite e efeito sobre balanço energético positivo foi relatado por Bodarski et al. (2005), Chung et al. (2007), Fisher et al. 28 (1973) e Shin et al. (2012) concluíram que teores dietéticos de até 10% de glicerol podem ser usados para vacas em lactação. Respostas negativas também são observadas. Defrain et al. (2004) avaliaram a suplementação de glicerina bruta nos 21 dias anteriores à data prevista do parto até 21 dias pós-parto. Esses autores observaram que a glicerina foi depressora de consumo, induziu menor teor de glicose plasmática e aumentou a concentração ruminal de butirato quando comparada ao amido de milho. Wang et al. (2008) observaram que a produção diária de gordura no leite tendeu (P<0,10) a ser mais baixa nas vacas alimentadas com glicerol durante os primeiros 42 dias de lactação e a produção de proteína tendeu (P<0,09) a decrescer linearmente com o aumento da quantidade de glicerol suplementado. Zacaroni (2010) avaliou a resposta de vacas leiteiras à substituição total de milho grão moído fino por glicerina bruta; a inclusão dietética de glicerina representava 12,3% da MS. A dieta com glicerina reduziu a produção de leite (P=0,01). O autor ressalta que, a inclusão de 12,3% de glicerina bruta à dieta total pode ter sido alta demais. Possíveis efeitos deletérios do metanol residual da glicerina bruta podem ter induzido a resposta negativa a este tratamento. O estudo de estratégias viáveis economicamente para reduzir a concentração de metanol na glicerina bruta destinada à alimentação animal também é uma alternativa para o uso desse co-produto. Uma opção seria a metabolização do metanol por microrganismos metilotróficos durante o processo fermentativo da silagem. O uso de glicerina como aditivo em silagem é ainda pouco estudado. Dias Júnior et al. (2010) avaliaram a adição de glicerina purificada (10% matéria fresca – MF) juntamente com os inoculantes microbianos comerciais Biomax LB (Chr Hansen, Milwaukee, EUA, composto por cepas de Lactobacillus plantarum, Enterococcus faecium e L. buchneri), Kera-Sil Cana (LNF Latino Americana, Bento Gonçalves, RS, composto por cepas de L. plantarum e 29 Propionibacterium acidicipropionici) e uma cepa de L. buchneri (UFLA SIL 72) isolado de silagem de cana-de-açúcar (ÁVILA et al., 2009). A inclusão de glicerol foi efetiva em reduzir o teor de fibra em detergente neutro (FDN) e aumentar o teor de MS das silagens, demonstrando ser uma estratégia para compensar a perda energética na ensilagem da cana. Os autores observaram que a inoculação da silagem com L. buchneri (UFLA SIL 72) foi efetiva em reduzir a perda de MS na silagem de cana de 31,2% no controle com glicerol para 15,7% no tratamento com glicerol e com esse inoculante (P<0,01). Foi observada redução na perda de MS não-fibrosa neste tratamento, sem afetar a perda de FDN, resultando em silagens com menor teor de FDN. Inclusões de 0, 5, 10, 15 e 20% (MF) de glicerina semipurificada na silagem de milho e de cana-de-açúcar foram avaliadas por Gomes (2013). O autor observou aumento na concentração de MS, nutrientes digestíveis totais, matéria mineral, CNF e redução na concentração de FDN, fibra em detergente ácido, proteína bruta e extrato etéreo à medida que a inclusão da glicerina foi maior nas silagens de cana-de-açúcar e milho. Nestas silagens também foi observado aumento na digestibilidade in vitro da MS (DIVMS) (P<0,05) nas silagens com 15 e 20% de glicerina em relação aos níveis com 0, 5 e 10%. A glicerina melhorou a estabilidade aeróbia, mantendo o pH e temperatura baixos. Durante exposição aeróbia de silagens de milho tratadas com 5, 10 ou 15% de glicerina foi observado aumento da estabilidade aeróbia (OLIVEIRA et al., 2011) e redução nas populações de BAL, fungos filamentosos e leveduras (KREMPSER et al., 2011). 2.5 Metabolismo de glicerol por microrganismos O glicerol é uma fonte de carbono assimilável por bactérias e leveduras sob condições aeróbicas e anaeróbicas (GANCEDO; GANCEDO; SOLS, 1968; 30 TACCARI et al., 2012). A assimilação de glicerol envolve o transporte passivo (GANCEDO; GANCEDO; SOLS, 1968) e transporte ativo (NEVES, 2004) por meio da membrana plasmática. O crescimento de microrganismos em fontes de carbono alternativas aos carboidratos, como exemplo o glicerol, requer a capacidade de sintetizar hexoses (gliconeogênese) necessárias para a produção de vários componentes celulares (MOAT; FOSTER; SPECTOR, 2002; WALKER, 1998). A metabolização desse composto é dependente das condições de cultivo e da cepa utilizada (TACCARI et al., 2012). Entre os fatores que influenciam o metabolismo de glicerol, o fornecimento de oxigênio é provavelmente o de maior importância devido às reações de oxidação e redução que alteram os produtos finais do metabolismo (POLADYAN et al., 2013). O suprimento limitado de oxigênio durante a fermentação do glicerol favorece a produção de 1,3-propanodiol, etanol e ácido acético (XIU et al., 2007; ZHAO; CHEN; YAO, 2006). Condições adversas de temperatura e pH afetam a expressão de genes que codificam a síntese de enzimas responsáveis pelo catabolismo de fontes de carbono como o glicerol (BARBIRATO; SOUCAILLE; BORIES, 1996; GONZALEZ et al., 2008; POLADYAN et al., 2013). As vias metabólicas para utilização do glicerol são semelhantes para leveduras e bactérias resultando na produção de ácidos orgânicos, carotenóides, lipídeo microbiano e biomassa microbiana (PASTERIS; SAAD, 2009; TACCARI et al., 2012). Até hoje foram relatadas três vias para metabolização de glicerol: a principal via envolve a enzima glicerol quinase que fosforila o glicerol a glicerol 3-P; um gliceraldeído 3-P desidrogenase oxida o gliceraldeído 3-P a dihidroxiacetona-P (GANCEDO; GANCEDO; SOLS, 1968; PASTERIS; SAAD, 2009). Uma segunda via envolve a enzima glicerol desidrogenase que oxida o glicerol a dihidroxiacetona, que é fosforilada por uma dihidroxiacetona quinase resultando em dihidroxiacetona-P. A dihidroxiacetona-P é um 31 importante intermediário para gliconeogênese, assim como para obtenção de vários compostos por meio de vias oxidativas. Dentre estes compostos estão os ácido cítrico, ácido succínico, ácido acético, ácido fórmico, ácido lático e etanol (BARBIRATO; SOUCAILLE; BORIES, 1996; PASTERIS; SAAD, 2009). Uma terceira via envolve a enzima glicerol desidratase. Por meio desta enzima, o glicerol é desidratado a 3-hidroxipropionaldeído (3-HPA). O 3-HPA pode ser transformado em acroleína por desidratação química sob condições ácidas ou sob altas temperaturas. O 3-HPA também pode ser reduzido pela enzima NADH dependente 1,3-propanodiol desidrogenase a 1,3-propanodiol ou pode ser oxidado a ácido 3-hidroxipropiônico (PASTERIS; SAAD, 2009). Figura 1 Vias metabólicas de assimilação de glicerol por microrganismos e seus possíveis produtos Fonte: Modificado de Pasteris e Saad (2009) e Sun et al. (2010). 32 2.5.1 Bactérias Cepas de BAL heterofermentativas das espécies L. brevis, L. buchneri, L. collinoides e L. reuteri podem utilizar o glicerol como um aceptor final de elétrons na co-fermentação anaeróbia com glicose (AXELSSON, 2004). Algumas cepas de L. brevis fermentam glicose deficientemente em condições anaeróbicas. Entretanto, outras cepas fermentam glicose se glicerol for adicionado. Os produtos da co-fermentação são lactato, acetato, CO2 e 1,3- propanodiol. Nesse caso, o NADH formado durante a fermentação da glicose não é re-oxidado pela via do etanol, mas sim utilizando glicerol como aceptor final de elétrons. O glicerol é primeiramente desidratado a 3- hidroxipropionaldeído (3-HPA) e posteriormente reduzido a 1,3-propanodiol por uma NAD+ 1,3-propanodiol desidrogenase (AXELSSON, 2004). L. reuteri fermenta glicose tendo lactato, acetato, etanol e CO2 como produtos finais, mas, mudanças na proporção para mais acetato/ menos etanol ocorrem quando glicerol é adicionado (TALARICO et al., 1990). A mesma via para redução de glicerol a 1,3-propanodiol que ocorre em L. brevis mostrou-se funcional em L. reuteri (SCHÜTZ; RADLER, 1984). Entretanto, algumas diferenças na resposta à presença de glicerol entre essas espécies podem ser notadas. Células em repouso de L. brevis metabolizando glicerol acumularam 1,2-propanodiol, enquanto L. reuteri sob essas condições acumularam e excretaram o intermediário 3-HPA (SCHÜTZ; RADLER, 1984). Esse composto é um potente antimicrobiano, denominado reuterina (PASTERIS; SAAD, 2009). Na presença de glicerol, cepas de L. brevis e L. collinoides também fermentam o lactato formado inicialmente a partir da glicose a acetato, etanol, CO2 e 1,3- propanodiol (CUNHA; FOSTER, 1992). A formação de 1,2-propanodiol a partir da fermentação do glicerol também foi observada em enterobactérias (GONZALEZ et al., 2008). A produção de 1,3-propanodiol a partir da 33 fermentação anaeróbia do glicerol também foi observada em L. diolivorans, sendo a maior produção observada em meio contendo 0,1 mol de glicose para 1 mol de glicerol e suplementado com vitamina B12 (PFLÜGL et al., 2012). A adição de L. coryniformis 394 em silagem de palha de arroz contendo 1% de glicerol resultou em silagens com menores valores de pH, menores populações de BAL e de clostrídios e maior concentração de 3-HPA quando comparada com silagens tratadas com L. rhamnosus e glicerol ou L. coryniformes sem glicerol (TANAKA et al., 2009). Em vinho, após a fermentação alcoólica, quando os açúcares se esgotam, o glicerol pode ser utilizado por BAL para manter sua viabilidade. Dependendo de como esse glicerol é utilizado, ele pode ser responsável por modificações na qualidade do vinho. A cepa de L. hilgardii X1B isolada de vinho foi capaz de degradar o glicerol e produzir 3-HPA e ácido acético (PASTERIS; SAAD, 2009), ambos compostos indesejáveis durante a vinificação, porém desejáveis durante a ensilagem. 2.5.2 Leveduras Em microrganismos eucarióticos, o glicerol constitui o principal composto regulador de variações de atividade de água em ambientes altamente osmofílicos (BRISSON, 2001; WANG et al., 2001). O transporte do glicerol por meio da membrana celular constitui a primeira etapa para seu metabolismo. Gancedo, Gancedo e Sols (1968) observaram que, em aerobiose, Candida utilis cresce mais rapidamente que Saccharomyces cerevisae, tendo como fonte de carbono o glicerol. Esse fato foi atribuído à maior facilidade de difusão do glicerol pela membrana plasmática de C. utilis. Várias espécies de leveduras dos gêneros Candida, Pichia, Saccharomyces e Torulopsis assimilam glicerol por meio da enzima glicerol-quinase na via fosforilativa. Espécies do gênero 34 Hansenula assimilam glicerol pela via fosforilativa e oxidativa (TANI; YAMADA, 1987). A expressão de enzimas dessas vias é reprimida durante o crescimento celular em substratos fermentescíveis como glicose, mas desregulado quando glicerol ou etanol é utilizado como a principal fonte de carbono (GRAUSLUND; RONNOW, 2000). 2.6 Metabolismo de metanol por leveduras Leveduras metilotróficas são leveduras capazes de usar o metanol como única fonte de carbono, um número limitado de espécies de leveduras apresentam essa característica. Inicialmente, a aplicação biotecnológica dessas leveduras ficou limitada a produção de biomassa e, posteriormente observou-se que elas eram excelentes hospedeiras para produção de proteínas heterólogas (HARTNER; GLIEDER, 2006). Essas leveduras foram observadas dentro de quatro gêneros, Hansenula, Pichia, Candida e Torulopsis (HAZEU; DE BRUYN; BOS, 1972), sendo as espécies Pichia pastoris, Hansenula polymorpha (Pichia angusta), Candida boidinii e Pichia methanolica, os representantes mais importantes (CEREGHINO; CREGG, 2000). Diferentes espécies de leveduras metilotróficas utilizam uma mesma via para catabolizar metanol, essa via é fortemente regulada em nível de transcrição (ELLIS et al., 1965; ROGGENKAMP et al., 1984). Como uma parte da via de utilização de metanol acontece nos peroxissomos, ocorre uma grande proliferação dessas organelas sob indução de metanol. O passo inicial no metabolismo do metanol é a oxidação desse composto a formaldeído e peróxido de hidrogênio por uma álcool oxidase. O peróxido de hidrogênio, que é tóxico para as células, é quebrado em oxigênio e água por catalases. O formaldeído pode ser tanto oxidado por duas reações subsequentes de dehidrogenases ou assimilado no metabolismo celular pela condensação com xilulose 5-P. Esta 35 última reação de condensação peroxisomal é catalisada por uma transquetolase chamada dihidroxiacetona sintase, que converte a xilulose 5-P e o formaldeído em compostos de 3C. Desses compostos, a dihidroxiacetona e o gliceraldeído 3- P são, posteriormente, metabolizadas no citosol. Nas reações de dehidrogenases conhecidas como via dissimilativa, o formaldeído reage com a glutationa formando S-hidroximetilglutationa que é oxidada em duas reações consecutivas (glutationa e NAD+ dependente formato dehidrodrogenase) formando dióxido de carbono. Em geral, a expressão dos genes que regulam as vias de metabolismo do metanol é reprimida pela glicose e etanol e fortemente induzida pelo metanol (HARTNER; GLIEDER, 2006). 36 REFERÊNCIAS ADESOGAN, A. et al. 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RESULTS: The isolates were identified as Lactobacillus plantarum, L. brevis and L. hilgardii. Different fermentation profiles were observed among strains of the same species. The silages inoculated with L. plantarum specie showed the highest yeast population, ethanol concentration and dry matter loss. The silages inoculated with L. brevis UFLA SIL 17 and UFLA SIL 24 and L. hilgardii UFLA SIL 51 and UFLA SIL 52 strains showed smaller dry matter (DM) loss and neutral detergent fibre (NDF) content. The silages inoculated with L. hilgardii UFLA SIL 51 and UFLA SIL 52 strains resulted in 57% and 94% more acetic acid and 1,2-propanediol, respectively, when compared with inoculated silage. CONCLUSION: Inoculation with L. plantarum strains was not beneficial for sugar cane silage. Obligatory heterofermentative strains showed better silage quality. L. hilgardii (UFLA SIL 51, UFLA SIL 52) strains are promising for use in sugar cane silage. 53 Keywords: Lactobacillus plantarum, Lactobacillus brevis, Lactobacillus hilgardii, volatile fatty acids, dry matter loss. 54 INTRODUCTION Many factors contribute to the success of the natural fermentation of carbohydrate-rich foods, such as the fermentation of sugar cane (Saccharum spp.), traditional forage used in animal feed, mainly in Brazil. One of the main difficulties with the conservation of this forage as silage is the control of growth of yeasts. Excessive yeast growth results in high rates of dry matter (DM) loss.1 The metabolic activity of lactic acid bacteria (LAB) plays a key role during the fermentation of the silage and is chiefly responsible for overall silage quality.2, 3 Each grass species has its own chemical characteristics, such as quality and quantity of carbohydrates, protein, fibre and other compounds that interfere with the fermentation process, thus favouring certain groups of microorganisms able to utilise the available substrates. For this reason, the evaluation of microorganisms destined for ensilage from different cultures should consider these characteristics.4, 5, 6 The compatibility between the forage and the inoculant strain used is a determining factor in the success of using microbial additive.6 In the case of sugar cane ensilage, there are studies demonstrating differences in the efficiency of inoculants containing LAB from different species or even different strains of the same species.2 The presence of epiphytic microorganisms also influences silage fermentation and LAB are naturally present on the surface of forage crops.3 In most forage crops, this population is initially low but rapidly increases over the 55 course of the fermentation.1, 7 However, the use of microbiological additives may promote the dominance of LAB and control the growth of undesirable microorganisms4, in addition to promote a faster decrease in pH value. The selection of microorganisms specialised for ensilage of each forage specie has garnered interest among researchers and companies producing microbiological additives.4, 6 Despite the great potential for LAB use as starter cultures in silage, the results of using these inoculants have been controversial depending on the substrate used and the parameters evaluated.8, 9 Therefore, it is important the study the action of inoculants throughout the fermentation process. The objective of the present study was to screen strains of LAB isolated from sugar cane silage, with particular interest in the species that are capable of reducing DM loss, and thus maintain the nutritive value of forage. The strains were identified at the biochemical and molecular level using 16S rRNA sequence analysis. The chemical and microbiological composition and silage fermentation characteristics were also studied. MATERIALS AND METHODS Biochemical and molecular characterisation of the utilised additives The new strains were isolated from sugar cane silage, selected through laboratory tests (Ávila et al. unpublished data) and belong to a culture collection of the Laboratory of Microbial Physiology and Genetics at Department of 56 Biology / Federal University of Lavras (UFLA). Characterised strains belonging to the genus Lactobacillus were evaluated for the production of metabolites, and the strains with the highest production of lactic acid, acetic acid and propionic acid were selected for evaluation in PVC silos. The strains were biochemically characterised by the use of API 50 CHL kits (BioMérieux). Gas production was evaluated in MRS (De Man Rogosa Sharpe) broth (Oxoid CM361, Basingstoke, Hampshire, England)10. These strains were also identified by sequencing their 16S rRNA. Each isolate was grown in MRS agar plates during 24h at 30ºC and collected with a sterile pipette tip and resuspended in 40 µl of PCR buffer. To achieve the DNA template the suspension was heated for 10 min at 95°C, and 2 µl was used in PCR experiments to amplify the full-length 16S region. An approximately 1500-bp fragment of the 16S rRNA was amplified using the forward primer 27f (5’AGAGTTTGATCCTGGCTCAG3’) and the reverse primer 1512r (5’ACGGCTACCTTGTTACGACT3’). The PCR products were sequenced using an ABI3730 XL DNA Analyzer (Applied Biosystems, Foster City, California, CA). The sequences were compared to the GenBank database using the BLAST algorithm (National Center for Biotechnology Information, Maryland, USA). 57 Forage and ensilage conditions The silages were made in three different days, in each day one replication of each treatment (different strains and different time of silage fermentation) were made. In each day, fresh-cut sugar cane that was approximately 12 months old, was manually harvested and chopped (PP-47, Pinheiro, Itapira, SP, Brazil) to a length of 10 mm. Experimental silos (mini- silos) were used in the form of PVC tubes 10 cm diameter and 60 cm length. The tubes were sealed with tight lids containing Bunsen valves for gas release. Three silos were prepared for each evaluation day (12, 30, 61 and 126 days) with one of the 14 strains plus a control treatment. The new inoculants were pre- cultured in the laboratory and on the ensilage day were enumerated on MRS agar. The inoculation concentration was of 1.8 x 106 cfu g-1 of fresh mater (FM). The inoculants were mixed with deionised water and sprayed in the forage, resulting in an application volume of 14.3 L ton-1. The same volume of pure distilled water was added to the control treatment. A separate sprayer was used for each treatment to avoid cross-contamination. Each silo was packed with 3 kg of wet forage to achieve a packing density of approximately 666 kg m-3 of FM. The weight of empty and full silos was recorded. The silos were sealed, stored at room temperature (25ºC ± 1.5ºC) and protected from sunlight and rain. After 12, 30, 61 and 126 days of ensilage, the full silos were weighed and opened. The 58 loss of DM was calculated using weights of the DM contents of fresh forage and silage. Analytical procedures To obtain the aqueous extract, a 25-g sample of fresh forage or sugar cane silage was blended in 225 mL of 0.1% sterile peptone water and homogenised in an orbital shaker for 20 min. The pH of each sample was then determined (DIGIMED® DM 20 Potentiometer, Digicrom Instrumentos, SP, Brazil). Aqueous extracts (2 mL) were acidified with 10 µL of 50% (vol/vol) H2SO4 and frozen prior to analysis of fermentation end products. The acidified aqueous extracts were analysed for acetic acid, butyric acid, propionic acid, lactic acid, ethanol and 1,2-propanediol by high-performance liquid chromatography according the method described by Carvalho et al.7 The DM contents of each sample was determined using a forced-draft oven at 55ºC for 72 h. Dried samples were ground in a Wiley-type grinder through a 1-mm screen. DM at 105ºC was determined according AOAC (1990)11. Neutral detergent fibre (NDF) was analysed using the sulphite method as described by Van Soest et al.12, using an Ankom 200 Fiber Analyzer (Ankom Technologies, Macedon, NY). Water soluble carbohydrates (WSC) were analysed using the phenol method.13 59 Microbiological analyses The other portion of aqueous extracts was used for enumeration of microorganisms. Sequential ten-fold dilutions were prepared to quantify the microbial groups. Yeasts and filamentous fungi were enumerated on Dichloran Rose Bengal Chloramphenicol Medium (DRBC, Difco; Becton Dickinson, Sparks, MD, USA). The plates were incubated at 28ºC for 72 h. Yeasts were distinguished from filamentous fungi by colony appearance and cell morphology. For enumeration of LAB, pour plating onto DeMan Rogosa Sharpe agar plus nystatin (4 mL L-1) was used. The plates were incubated at 30ºC for 72 h. Colonies were counted on plates containing a minimum of 30 and a maximum of 300 cfu. Statistical analysis The experiment was carried out in randomised blocks, each block corresponds to a day of silage production. The treatments were assigned in a factorial arrangement, consisting of 15 experiments (14 LAB strains and a control without inoculant) and four silage fermentation periods (12, 30, 61 and 126 days). For each inoculant, there were prepared 12 silos (three replications and four opening days), totalling 180 experimental units. The data were analysed by SISVAR ®, by a model containing the fixed effects of blocks, inoculants, 60 days of ensilage and the interactions between the inoculants and the days of ensilage. The means were compared using Scott-Knott test. The principal component analyses (PCA) were performed using the software XLSTAT 7.5.2 (Addinsoft’s, New York, N.Y., U.S.A.) for grouping data of the fermentation products, DM loss, DM and NDF with evaluated strains. The data utilized in the PCA analysis were related to the average results of all ensiling periods evaluated. RESULTS Biochemical characteristics and molecular identification of strains The characteristics, identification and API 50 CHL (BioMérieux) fermentation patterns of selected strains are shown in Tables 1 and 2. The L. brevis UFLA SIL 33, UFLA SIL 17, UFLA SIL 24, UFLA SIL 25 and, UFLA SIL 27 and L. hilgardii, UFLA SIL 51 and UFLA SIL 52 strains produced gas when cultivated in MRS broth. 61 Table 1. Properties and identification of the lactic acid bacteria (LAB) strains evaluated. Strain Involved acid 1 Gas production2 Biochemical identification Molecular identification3 UFLA SIL 19 Lactic - L. plantarum 99,9% L. plantarum 98% (FJ669130.1)4 UFLA SIL 32 Lactic - L. plantarum 99,9% L. plantarum 99% (HM218291.1) UFLA SIL 33 Lactic + L. brevis 96,3% L. brevis 98% (FJ227316.1) UFLA SIL 34 Lactic - L. plantarum 99,9% L. plantarum 98% (HM218291.1) UFLA SIL 17 Acetic + L. brevis 99,8% L. brevis 97% (FJ532364.1) UFLA SIL 24 Acetic + L. brevis 99,9% L. brevis 99% (FJ227316.1) UFLA SIL 25 Acetic + L. brevis 96,3% L. brevis 98% (FJ227316.1) UFLA SIL 27 Acetic + L. brevis 96,3% L. brevis 98% (FJ227316.1) UFLA SIL 35 Acetic - L. plantarum 99,9% L. plantarum 98% (HM218291.1) UFLA SIL 41 Propionic - L. plantarum 99,9% L. plantarum 99% (HM218291.1) UFLA SIL 42 Propionic - L. plantarum 99,6% L. plantarum 99% (HM218291.1) UFLA SIL 46 Propionic - L. plantarum 99,6% L. plantarum 99% (HM218291.1) UFLA SIL 51 Propionic + L. buchneri 99,8% L. hilgardii 99% (HM217953.1) UFLA SIL 52 Propionic + L. buchneri 99,8% L. hilgardii 99% (HM217953.1) 1 Involved acid in the screening process based on the production of metabolites in sugar cane broth (Ávila et al unpublished data); 2 From MRS broth; 3 Sequencing of 16S rRNA; 4The number in parentheses refers to the access code in Gen-Bank. All strains of the evaluated lactic acid bacteria were able to ferment L- arabinose, D-ribose, D-glucose, D-fructose and D-maltose. None of the strains 62 produced acid from glycerol, erythritol, D-arabinose, L-xylose, D-adonitol, L- sorbose, dulcitol, inositol, inulin, starch, glycogen, xylitol, D-lyxose, D-tagatose, D-frucose, L-frucose, D-arabitol and L-arabitol. Among the strains identified as L. plantarum, UFLA SIL 19, UFLA SIL 32, UFLA SIL 34, UFLA SIL 35 and UFLA SIL 41 fermented a higher number of carbohydrates (Table 2). Among these carbohydrates, the sucrose, that is the main carbohydrate present in the sugar cane. The strains UFLA SIL 42 and UFLA SIL 46, also identified as L. plantarum, were able to ferment 21 carbohydrates, but did not presenting fermentation positive results for sucrose, methyl-αD-mannopyranoside and D- rafinose. The strains identified as L. brevis also showed differences in use of carbohydrates, but none produced positive sucrose fermentation results (Table 2). The strains UFLA SIL 17 and UFLA SIL 24 were able to use, respectively, twelve and fifteen carbohydrates and were differentiated only by the ability to use potassium gluconate, potassium 2-ketogluconate and potassium 5- ketogluconate. The remaining evaluated strains of L. brevis fermented eight carbohydrates and were differentiated from the other strains by the incapacity to produce acid from methyl-βD-xylopyranoside, D-mannitol, methyl-αD- glucopyranoside, N-acetylglucosamine, potassium gluconate, potassium 2- ketogluconate and potassium 5-ketogluconate. 63 The strains UFLA SIL 51 and UFLA SIL 52 were biochemically identified as L. buchneri (99.8%) and were able to ferment eleven different carbohydrates, including sucrose (Table 2). The 14 strains were also identified by the sequencing of the 16S region of the rRNA to confirm the biochemical identification. The sequencing results identified the strains UFLA SIL 51 and UFLA SIL 52 as L. hilgardii (98%). In the identification of other 12 strains, the sequencing results confirmed the biochemical identification. 64 Table 2. Fermentation patterns (evaluated using API 50 CHL strips; BioMerieux) of lactic acid bacteria strains evaluated. Item UFLA SIL 19♦ UFLA SIL 32♦ UFLA SIL 33‡ UFLA SIL 34♦ UFLA SIL 17‡ UFLA SIL 24‡ UFLA SIL 25‡ UFLA SIL 27‡ UFLA SIL 35♦ UFLA SIL 41♦ UFLA SIL 42♦ UFLA SIL 46♦ UFLA SIL 51* UFLA SIL 52* D-Galactose + + + + + + + + + + + + - - D-Glucose + + + + + + + + + + + + + + D-Fructose + + + + + + + + + + + + + + D-Manose + + - + - - - - + + + + - - L-Rhamnose w w - w - - - - - w w w - - D-Manitol + + - + + + - - + + + + - - D-Sorbitol + + - + - - - - + + + + - - Methyl-αD- Mannopyranoside + + - + - - - - + + - - - - Methyl-αD- Glucopyranoside - - w - + + w - - - + + - - N- Acetylglucosamine + + w + + + w w + + + + - - Amygdalin + + - + - - - - + + + + - - Arbutin + + - + - - - - + + + + - - Esculin ferric citrate + + w + - - w - + + + + - - Salicin + + - + - - - - + + + + - - D-Celobiose + + - + - - - - + + + + - - D-Maltose + + + + + + + + + + + + + + D-Lactose + + - + - - - - + + + + - - D-Melibiose + + + + + + + + + + + + - - D-Saccharose + + - + - - - - + + - - + + D-Trehalose + + - + - - - - + + + + - - D-Melezitose + + - + - - - - + + + + + + D-Rafinose + + - + - - - - + + - - + + Gentiobiose + w - + - - - - w + + + - - 65 D-Turanose + + - + - - - - + + - - - - Potassium Gluconate w w w w w + w w w w - - + + Potassium 2- Ketogluconate - - - - - + - - - - - - - - Potassium 5- Ketogluconate - - w - w + w w - - - - + + 1+ = Positive reaction; – = negative reaction; and w = weakly positive reaction. All strains gave negative results for glycerol, erythritol, D-arabinose, L-xylose, D-adonitol, L-sorbose, dulcitol, inositol, inulin, starch, glycogen, xylitol, D-lyxose, D-tagatose, D- frucose, L-frucose, D-arabitol, L-arabitol. ♦ L. plantarum specie, ‡ L. brevis specie, * L. hilgardii specie 66 Fresh forage The characteristics of the sugar cane prior to the ensilage are shown in Table 3. LAB, filamentous fungi and yeasts were observed in the forage at population levels of 7.51, 5.07 and 5.72 log cfu g-1 of forage, respectively. The average density obtained after the sealing of the mini-silos was 634 kg m-3 of fresh forage. Table 3. Chemical and microbial composition of fresh whole-plant of sugar cane. Item Mean / Standard deviation Lactic acid bacteria (log cfu g-1 fresh forage) 7.51* ± 0.617 Yeasts (log cfu g-1 fresh forage) 5.72 ± 0.186 Filamentous fungi (log cfu g-1 fresh forage) 5.07 ± 0.153 pH 5.75 ± 0.046 Dry matter (DM) (g kg-1) 282 ± 1.17 Neutral detergent fibre (g kg-1 DM) 480 ± 1.78 Water soluble carbohydrates (g kg-1 DM) 247 ± 0.92 Density (kg m-3) 634.1 ± 19.9 *Each mean was obtained in nine replicates. Chemical composition of the silages and fermentative loss The addition of different strains influenced (P < 0.01) the concentrations of DM, NDF and the losses of DM (P < 0.01) (Table 4). The silages inoculated with the L. hilgardii UFLA SIL 51 and UFLA SIL 52